УДК 574.64 Водная токсикология
Исследовано влияние кратковременного воздействия низкочастотного электромагнитного поля (50Гц, 10 мкТл) и термального стресса (нагрев воды со скоростью 8°C/ч) на амилолитическую (АА) и протеолитическую (ПА) активность, активность мальтазы (АМ) в кишечнике, а также активность ацетилхолинэстеразы (АХЭ) и содержание водорастворимого белка (ВРБ) в мозге у молоди карася Carassius gibelio, в течение 2 мес. получавшего корм с низким (НСР) 0.07 мг/кг и высоким (ВСР) 0.182 мг/кг сырой массы содержанием ртути. Содержание ртути в мышцах рыб ВСР группы (0.40 и 0.66 мг/кг) было примерно в 2 раза выше по сравнению с НСР группой (0.22 и 0.30 мг/кг) через 1 и 2 мес. соответственно. Через 2 мес. опыта АА увеличилась на 30–48%, ПА снизилась на 30% лишь в ВСР группе, при этом статистически значимых различий у рыб НСР и ВСР групп не выявлено. Уровень АМ был выше на 77% (НСР) и на 340% (ВСР) по сравнению с 1-ым месяцем, при этом он был выше на 36% в ВСР, чем в НСР группе. Изменений активности АХЭ как в разные месяцы, так и между НСР и ВСР группами не выявлено. Содержание ВРБ было на 40% ниже у рыб НСР группы во 2-ой по сравнению с 1-ым месяцем. Последующий температурный стресс (Т) снижал АА и ПА, электромагнитное поле (ЭМП) и его сочетание с Т, как правило, повышало активность этих ферментов у рыб обеих групп. Снижение активности АХЭ (ЭМП+Т) и ВРБ (Т) выявлено лишь у рыб ВСР группы. В целом, ртуть, поступающая с кормом, повышает активность исследованных пищеварительных ферментов, но не влияет на активность АХЭ в мозге, а содержание ВРБ снижает только в 1-й месяц. Последующий температурный стресс и действие ЭМП могут изменять величину и направленность эффекта. Полученные результаты важны при оценке экологических рисков хронического действия ртути в зонах термального и электромагнитного загрязнения водоемов.
карась, пищеварительные ферменты, кишечник, ацетилхолинэстераза, водорастворимый белок, мозг, ртуть, биоаккумуляция, электромагнитное поле, температурный стресс
1. Голованов В.К. Температурные критерии жизнедеятельности пресноводных рыб. М.: Полиграф-Плюс, 2013. 300 с.
2. Горбатенко К.М., Лаженцев А.Е. Биохимический состав и калорийность минтая // Изв. ТИНРО. 2016. Т. 184. С. 93–104.
3. Кузьмина В.В. Процессы пищеварения у рыб. Новые факты и гипотезы: монография / Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН. Ярославль: Филигрань, 2018. 300 с.
4. Макеева А.В., Ключко Н.Ю. Исследования по совершенствованию рецептуры формованных мороженых полуфабрикатов из речного окуня Perca fluviatilis повышенной биологической ценности // Известия КГТУ. 2021. № 60. C. 97–110. DOI:https://doi.org/10.46845/1997-3071-2021-60-97-110.
5. Уголев А.М., Иезуитова Н.Н., Масевич Ц.Г., Надирова Т.Я., Тимофеева Н.М. Исследование пищеварительного аппарата у человека. Обзор современных методов. Л.: Наука. 1969. 216 с.
6. Amlund H., Lundebye A.K., Berntssen M.H.G. Accumulation and elimination of methylmercury in Atlantic cod (Gadus morhua L.) following dietary exposure // Aquat. Toxicol. 2007. Vol. 83, № 4. P. 323–330. DOI:https://doi.org/10.1016/j.aquatox.2007.05.008.
7. Beitinger T.L., Bennett W.A., McCauley R.W. Temperature Tolerances of North American Freshwater Fishes Exposed to Dynamic Changes in Temperature // Environ. Biol. Fish. 2000. Vol. 58. P. 237–275. DOI:https://doi.org/10.1023/A:1007676325825.
8. Berntssen M.H.G., Hylland K., Julshamn K. Lundebye A.-K., Waagbo R. Maximum limits of organic and inorganic mercury in fish feed // Aquaculture Nutrition. 2004. Vol. 10. P. 83–97. DOI:https://doi.org/10.1046/j.1365-2095.2003.00282.x.
9. Bloom N.S. On the chemical form of mercury in edible fish and marine invertebrate tissues // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1992. Vol. 49. P. 1010–1017. DOI:https://doi.org/10.1139/f92-113.
10. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principal of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. Vol. 72. P. 248–254. DOI:https://doi.org/10.1006/abio.1976.9999.
11. Chang, L. W. Neurotoxic effects of mercury (A review) // Environmental Research. 1977. Vol. 14(3). P. 329–373. DOI:https://doi.org/10.1016/0013-9351(77)90044-5.
12. Chuiko G.M., Podgornaya V.A., Zhelnin Y.Y. Acetylcholinesterase and butyrylcholinesterase activities in brain and plasma of freshwater teleosts: cross-species and cross-family differences // Comp. Biochem. Physiol. 2003. Vol. 135B, № 1. P. 55–61. DOI:https://doi.org/10.1016/s1096-4959(03)00048-4.
13. Ellman G.L., Courtney K.D., Andres V., Featherstone R.M. A new and rapid colorimetric determination of acetylcholi-nesterase activity // Biochem. Pharmacol. 1961. Vol. 70, № 2. P. 88–90. DOI:https://doi.org/10.1016/0006-2952(61)90145-9.
14. Farina M., Avila D.S., da Rocha J.B.T., Aschner M. Metals, oxidative stress and neurodegeneration: a focus on iron, manganese and mercury // Neurochem. Int. 2013. Vol. 62. P. 575–594. DOI:https://doi.org/10.1016/j.neuint.2012.12.006
15. Frasco M.F., Colletier J.-P., Weik M., Carvalho F., Guilhermino L., Stojan J., Fournier D. Mechanisms of cholinesterase inhibition by inorganic mercury // FEBS Journal. 2007. Vol. 274(7), 1849–1861. DOI:https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2007.05732.x.
16. Garina D.V. Influence of chronic intake of small doses of mercury on some biochemical parameters of lipid and protein metabolism in goldfish Carassius auratus (L., 1758) // Ecosystem Transformation. 2023. Vol. 6, № 3. P. 86–104. DOI:https://doi.org/10.23859/estr-220505.
17. Golovanova I.L., Filippov A.A., Chebotareva Yu.V., Krylov V.V. Long-Term Consequences of the Effect of Copper and an Electromagnetic Field on the Size and Weight Parameters and Activity of Digestive Glycosidases in Underyearlings of Roach Rutilus rutilus // Inland Water Biol. 2021. Vol. 14, № 3. P. 331–339. DOI:https://doi.org/10.1134/S1995082921020048.
18. Golovanova I.L., Golovanov V.K., Chuiko G.M., Podgornaia V.A., Aminov A.I. Effects of Roundup herbicide at low concentration and of thermal stress on physiological and biochemical parameters in Amur sleeper Perccottus glenii Dybowski juveniles // Inland Water Biol. 2019. № 4. P. 462–469. DOI:https://doi.org/10.1134/S1995082919040059.
19. Golovanova I.L., Komov V.T. Impact of Mercury on Hydrolysis of Carbohydrates in the Intestine of the River Perch Perca fluviatilis // J. Ichthyology. 2005. Vol. 45. № 8. P. 663–668.
20. Golovanova I.L., Komov V.T., Gremyatchikh V.A. Hydrolysis of Carbohydrates in Roach (Rutilus rutilus L.) at Different Levels of Mercury Accumulation // Inland Water Biol. 2008. Vol. 1. № 3. P. 296–302. DOI:https://doi.org/10.1134/S1995082908030140.
21. Grippo M.A., Heath A.G. The effect of mercury on the feeding behavior of fathead minnows (Pimephales promelas) // Ecotoxicol. Environ. Saf. 2003. Vol. 55. P. 187–198. DOI:https://doi.org/10.1016/S0147-6513(02)00071-4.
22. Haines T.A., Komov V.T., Matey V.E., Jagoe C.H. Perch mercury content is related to acidity and color of 26 Russian lakes // Water Air Soil Pollut. 1995. Vol. 85. P. 823–828. DOI:https://doi.org/10.1007/BF00476931.
23. Hall B.D., Bodaly R.A., Furge R.J.P., Rudd J.W.M., Rosenberg D.M. Food as the dominant pathway of methylmercury uptake by fish // Water Air Soil Pollut. 1997. Vol. 100. P. 13–24. DOI:https://doi.org/10.1023/A:1018071406537.
24. Kuz’mina V.V., Komov V.T., Gremyachikh V.A., Rusanova P.V. Activity of Digestive Hydrolases in Carp Cyprinus carpio with Different Mercury Content in Food // J. Ichthyol. 2013. Vol. 53, №. 4. P. 301–309. DOI:https://doi.org/10.7868/S0042875213020082.
25. Kuz’mina V.V., Skvortsova E.G., Pivovarova E.A., Bushkareva A.S., Vostrova U.A., Poltoratskaya A.V. Influence of sapropel on the activity of intestinal peptidases of broiler chickens // J. Indonesian Trop. Anim. Agric. 2021. Vol. 46, № 1. P. 67–74. DOI:https://doi.org/10.14710/jitaa.46.1.67-74.
26. Kuz’mina V.V., Ushakova N.V., Krylov V.V. The Effect of Magnetic Fields on the Activity of Proteinases and Glycosidases in the Intestine of the Crucian Carp Carassius carassius // Biology Bulletin. 2015. Vol. 42, № 1. P. 61–66. DOI:https://doi.org/10.1134/S1062359015010070.
27. Li Z.-H., Li P., Wu Y. Effects of waterborne mercury at different temperatures on hematology and energy metabolism in grass carp (Ctenopharyngodon idella) // Int. J. of Environ. Sci. and Tech. 2021. Vol. 18, № 6. P. 1489–1498. DOI:https://doi.org/10.1007/s13762-020-02906-7.
28. Melakea B.A., Endalewa S.M., Alamerewa T.S. Bioaccumulation of Perfluoroalkyl Substances and Mercury in Fish Tissue: A Global Systematic Review // J. Polymer Sci. 2023. Vol. 8, № 2. P. 21–25. DOI:https://doi.org/10.36648/2471-9935.23.8.011.
29. Nunes B. The Use of Cholinesterases in Ecotoxicology // Reviews of Environmental Contamination and Toxicology. 2011. Vol. 212. P. 29–59. DOI:https://doi.org/10.1007/978-1-4419-8453-1_2.
30. Pereira P., Puga S., Cardoso V., Pinto-Ribeiro F., Raimundo J., Barata M., Pousгo-Ferreira P., Pacheco M., Almeida A. Inorganic mercury accumulation in brain following waterborne exposure elicits a deficit on the number of brain cells and impairs swimming behavior in fish (white seabream-Diplodus sargus) // Aquat. Toxicol. 2016. Vol. 170. P. 400–412. DOI:https://doi.org/10.1016/j.aquatox.2015.11.031.
31. Rodgers D.W., Beamish F.W.H. Dynamics of dietary methylmercury in rainbow trout, Salmo gairdneri // Aquat. Toxicol. 1982. Vol. 2. P. 271–290.
32. Schartup A.T., Thackray C.P., Qureshi A., Dassuncao C., Gillespie K., Hanke A., Sunderland E. M. Climate change and overfishing increase neurotoxicant in marine predators // Nature. 2019. Vol. 572. P. 648–650. DOI:https://doi.org/10.1038/s41586-019-1468-9.
33. Sokolova I.M., Lannig G. Interactive effects of metal pollution and temperature on metabolism in aquatic ectotherms: implications of global climate change // Clim. Res. 2008. Vol. 37. P. 181–201. DOI:https://doi.org/10.3354/cr00764.
34. Webber H.M., Haines T.A. Mercury effects on predator avoidance behavior of a forage fish, golden shiner (Notemigonus crysoleucas) // Environ. Toxicol. Chem. 2003. Vol. 22, № 7. P. 1556–1561. DOI:https://doi.org/10.1002/etc.5620220718.
35. Zhou T., Scali R., Weis P., Weis J.S. Behavioral effects in mummichog larvae (Fundulus heteroclitus) following embryonic exposure to methylmercury // Mar. Environ. Res. 1996. Vol. 42. P. 45–49.
