УДК 582.28 Eumycetes. Настоящие грибы
Впервые в Черном море обнаружены и изучены антагонистические взаимоотношения в ассоциациях микроскопических грибов и свободноживущих нематод: грибы и микотрофные нематоды; грибы-нематофаги и нематоды. Выявлено, что микотрофные нематоды в лабораторных условиях сохраняют жизнеспособность от 1.5 до 9 месяцев в присутствии 22 видов микромицетов из 20 родов, 11 семейств, 8 порядков, 5 классов отдела Ascomycota. В грунте, в составе ассоциаций обнаружено 5 видов грибов, на плавнике – 21. В эксперименте показано, что плодовые тела Corollospora maritima, C. trifurcata, Halosphaeriopsis mediosetigera со спорами могут служить единственным источником пищи для нематод Viscosia minor, Oncholaimus sp., Monhystera sp. Эпи- и эндобионтные грибы были обнаружены в процессе микроскопического анализа нематод после их фиксации, поэтому установить точную таксономическую принадлежность грибов было невозможно. Нематода Anticoma pontica из обрастаний подземного канала в горе Таврос (бухта Балаклава, г. Севастополь) была поражена грибом-эктопаразитом, сходным с Drechmeria sp. (отдел Ascomycota). Нематода Axonolaimus setosus из грунта на шельфе западного Крыма с глубины 83.5 м, по-видимому, была инфицирована грибоподобным (fungal-like) организмом из отдела Oomycota. Особи A. setosus с гифами грибов во внутренней полости и на кутикуле (Fungi sp.) обнаружены в районе пролива Босфор на глубине 250 м (сероводородная зона). Состояние морфо-анатомических структур червей свидетельствует о том, что они были поражены грибами прижизненно.
микотрофные нематоды, морские грибы, нематофаги, древесный плавник, донные отложения
1. Воробьева Л.В., Кулакова И.И., Бондаренко А.С., Портянко В.В. Контактные зоны Черного моря: мейофауна литоконтура северо-западного шельфа. Одесса: “Фенікс”, 2019. 196 с.
2. Зайцев Ю.П., Поликарпов Г. Г., Егоров В.Н., Гулин С.Б., Копытина Н.И., Курилов А.В., Нестерова Д.А., Нидзвецкая Л.М., Поликарпов И.Г., Стокозов Н.А., Теплинская Н.Г., Теренько Л.М. Биологическое разнообразие оксибионтов (в виде жизнеспособных спор) и анаэробов в донных осадках сероводородной батиали Черного моря // Доповіді Національної Академії наук України. 2008. № 5. С. 168-173.
3. Копытина Н.И. Микобиота Хаджибейского лимана // Природничий альманах. Серія: Біологічні науки. 2006. Вып. 8. С. 108-116.
4. Копытина Н.И. Распространение грибов рода Chaetomium Kze: Fr (Ascomycota) в северо-западной части Черного моря // Микол. и фитопатол. 2005. Т. 39, вып. 5. С. 12-18.
5. Копытина Н.И. Морская микобиота заказника “Бухта Казачья” (Крым, Черное море) // Биота и среда заповедных территорий. 2018. № 4. С. 49-68.
6. Копытина Н.И., Тарасюк И.В. Микобиота песчаной супралиторали пляжей Одесского залива // Наук. зап. Терноп. нац. пед. ун-ту. сер. біол. 2010. № 3 (44). С. 119-122.
7. Платонова Т.А. Класс круглые черви - Nematoda Rudolphi, 1808. Определитель фауны Черного и Азовского морей. Ч. I. Киев: Наук. Думка, 1968. С. 111-183.
8. Сергеева Н.Г., Аникеева О.В. Мягкораковинные фораминиферы Черного и Азовского морей. Симферополь: ООО “АРИАЛ”, 2018. 156 с. DOI:https://doi.org/10.21072/978-5-907118-84-3.
9. Сергеева Н.Г., Заика В.Е. Донные стадии Krassilnikoviae в сероводородной зоне Черного моря // Экология моря. 1999. Вып. 48. С. 83-86.
10. Языкова И.М. Зоология беспозвоночных: курс лекций. Ростов-на-Дону: Изд-во Южного федерального ун-та, 2011. Ч. 1. 431 с.
11. About Marine Fungi. 2023 Режим доступа: https://marinefungi.org/.
12. Al-Ani L.K.T., Soares F.E de F., Sharma A., de los Santos-Villalobos S., Valdivia-Padilla A.V., Aguilar-Marcelino L. Strategy of Nematophagous Fungi in Determining the Activity of Plant Parasitic Nematodes and Their Prospective Role in Sustainable Agriculture // Front. Fungal Biol. 2022. Vol. 3. Art. 863198. DOI:https://doi.org/10.3389/ffunb.2022.863198.
13. Bhadury P., Bik H., Lambshead J.D., Austen M.C., Smerdon G.R., Rogers A.D. Molecular Diversity of Fungal Phylotypes Co-Amplified Alongside Nematodes from Coastal and Deep-Sea // PLoS ONE. 2011. Vol. 6. Iss. 10. e26445. DOI:https://doi.org/10.1371/journal.pone.0026445.
14. Bhadury P., Bridge P.D., Austen M.C., Bilton D.T., Smerdon G.R. Detection of fungal 18S rRNA sequences in conjunction with marine nematode 18S rRNA amplicons // Aquatic Biology. 2009. Vol. 5. P. 149-155. DOI:https://doi.org/10.3354/ab00145.
15. Cruz D.G., Araújo F.B., Molento M.B., DaMatta R.A., Santos C.P. Kinetics of capture and infection of infective larvae of trichostrongylides and free-living nematodes Panagrellus sp. by Duddingtonia flagrans // Parasitol Res. 2011. № 109. P. 1085-1091. DOI:https://doi.org/10.1007/s00436-011-2350-3.
16. Deprez T. et al. 2007. NeMys. http:// http://www.nemys.ugent.be/
17. Gems D Longevity and ageing in parasitic and free-living nematodes // Biogerontology. 2000. Vol. 1. № 4. P. 289-307. DOI:https://doi.org/10.1023/a:1026546719091
18. Grego M., Stachowitsch M., Troch M.D., Riedel B. CellTracker green labelling vs. rose Bengal staining: CTG wins by points in distinguishing living from dead anoxia-impacted copepods and nematodes // Biogeosciences Discussion. 2013. № 10. P. 2857-2887.
19. Haraguchi S., Yoshiga T. Potential of the fungal feeding nematode Aphelenchus avenae to control fungi and the plant parasitic nematode Ditylenchus destructor associated with garlic // Biological Control. 2020. Vol. 143. Art. 104203. DOI:https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2020.104203.
20. Hertweck M., Hoppe T., Baumeister R. C. elegans, a model for aging with high-throughput capacity // Exp Gerontol. 2003. Vol. 38, № 3. P. 345-346. DOI:https://doi.org/10.1016/s0531-5565(02)00208-5.
21. Hsueh Y.P., Gronquist M.R., Schwarz E.M., Nath R.D., Lee C.H., Gharib S., Schroeder F.C., Sternberg P.W. Nematophagous fungus Arthrobotrys oligospora mimics olfactory cues of sex and food to lure its nematode prey // eLife. 2017. Vol. 6. P. 1-21. DOI:https://doi.org/10.7554/eLife.20023.001.
22. Hsueh Y.P., Mahanti P., Schroeder F.C., Sternberg P.W. Nematode-trapping fungi eavesdrop on nematode pheromones // Current Biology. 2013. Vol. 7. № 23. P. 83-86. DOI:https://doi.org/10.1016/j.cub.2012.11.035.
23. Hyde K.D, Swe A, Zhang K.Q. Nematode-Trapping Fungi. Chapter 1. Nematode-Trapping Fungi. In: Nematode-Trapping Fungi / K.D. Hyde (Ed.). Fungal Diversity Research Series, 2014. Vol. 23. P. 1-12.
24. Index Fungorum. 2023. http://www.indexfungorum.org/names/Names.asp
25. Jansson H.B. Adhesion of Conidia of Drechmeria coniospora to Caenorhabditis elegans Wild Type and Mutants // Journal of Nematology. 1994. Vol. 26. № 4. P. 430-435.
26. Jiang X, Xiang M, Liu X. Nematode-trapping fungi // Microbiol Spectrum. 2016. Vol. 5. № 1. FUNK-0022-2016. DOI:https://doi.org/10.1128/microbiolspec.FUNK-0022-2016.
27. Johnson T.W., Autery C.L. An Arthrobotrys from brackish water // Mycologia. 1961. №. 53. P. 432-433.
28. Jones E.B.G., Suetrong S., Sakayaroj J., Bahkali A.H., Abdel-Wahab M.A., Boekhout T., Pang K.L. Classification of marine Ascomycota, Basidiomycota, Blastocladiomycota and Chytridiomycota // Fungal Diversity. 2015. Vol. 73. P. 1-72. DOIhttps://doi.org/10.1007/s13225-015-0339-4.
29. Kohlmeyer J., Kohlmeyer E. Marine mycology. The higher fungi. New York, USA: Academic Press, 1979. 690 p.
30. Kopytina N.I., Bocharova E.A. Fouling communities of microscopic fungi on various substrates of the Black Sea // Biosystems Diversity. 2022. Vol. 29, № 4. P. 345-353. DOIhttps://doi.org/10.15421/012144
31. Meyers S.P., Hopper B.E. Attraction of the marine nematode, Metoncholaimus sp., to fungal substrates // Bulletin of Marine Science. 1966. Vol. 16. № 1. P. 142-150.
32. Meyers S.P., Hopper B.E. Studies on marine fungal-nematode associations and pant degradation // Helgoländer wissenschaftliche Meeresuntersuchungen.1967. Vol. 15. P. 270-281.
33. Rubner A. Revision of Predacious Hyphomycetes in the Dactylella-Monacrosporium Complex // Studies in mycology. 1996. № 39. 134 p.
34. Sergeeva N.G., Kopytina N.I. The First Marine Filamentous Fungi Discovered in the Bottom Sediments of the Oxic/Anoxic Interface and in the Bathyal Zone of the Black Sea // Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 2014. Vol. 14. № 1-2. Р. 1-9.
35. Soares F.E. de F., Sufiate B.L., Queiroz J.H. Nematophagous fungi: Far beyond the endoparasite, predator and ovicidal groups // Agriculture and Natural Resources. 2018. Vol. 52. P. 1-8. DOI:https://doi.org/10.1016/j.anres.2018.05.010.
36. Swe A., Jeewon R., Pointing S.B., Hyde K.D. Diversity and abundance of nematode-trapping fungi from decaying litter in terrestrial, freshwater and mangrove habitats // Biodiversity and Conservation. 2009. Vol. 18. P. 1695-1714.
37. Tzean S.S., Estey R.H. Species of Phytophthora and Pythium as Nematode-destroying Fungi // Journal of Nematology. 1981. Vol. 13. № 2. P. 160-163.
38. Wan J., Dai Z., Zhang K., Li G., Zhao P. Pathogenicity and Metabolites of Endoparasitic Nematophagous Fungus Drechmeria coniospora YMF1.01759 against Nematodes // Microorganisms. 2021. Vol. 9. № 8. Art. 1735. DOI:https://doi.org/10.3390/microorganisms9081735.
39. White J.F., Bacon C.W., Hywel-Jones N.L., Spatafora J.W. Clavicipitalean Fungi. Evolutionary Biology, Chemistry, Biocontrol, and Cultural Impacts. New York, USA: CRC Press, Basel, 2003. Vol. 19. 640 p.
40. Yu Z.F., Mo M.H., Zhang Y., Zhang K.Q. Taxonomy of Nematode-Trapping Fungi from Orbiliaceae, Ascomycota. Chapter 3 // Nematode-Trapping Fungi. Fungal Diversity Research Series, 2014. Vol. 23. P. 41-210.
41. Zhang Y., Li S., Li H., Wang R., Zhang K.Q., Xu J. Fungi-Nematode Interactions: Diversity, Ecology, and Biocontrol Prospects in Agriculture // J. Fungi. 2020. Vol. 6. № 4. Art. 206. DOI:https://doi.org/10.3390/jof6040206.
