УДК 591.392 Экспериментальное измерение эмбрионального развития. Изучение механизмов развития
Размер генома леща Abramis brama больше, чем у плотвы Rutilus rutilus в 1.3 раза, что указывает на больший объем и разнообразие некодирующей ДНК доступной для отбора, которая может быть источником скрытой генетической изменчивости, способствующей лучшей коадаптации разнородных геномов при отдаленной гибридизации между данными видами. Эволюционное значение размера генома остается неясным. Анализ полиморфизма случайных мультилокусных (RAPD) маркеров и неспецифических эстераз проведен у A. brama и R. rutilus для выявления связи с размером генома. Данные маркеры охватывают кодирующую и некодирующую области ДНК, позволяя анализировать геном в целом. Общее число выявленных локусов по двум RAPD-праймерам в индивидуальных спектрах плотвы и леща составило 89, из них 10 были общими, а 18 (у плотвы) и 33 (у леща) были видоспецифическими мономорфными. Обе выборки высокополиморфны, достоверно различались, выборка леща была более гомогенна. Спектры неспецифических эстераз печени, скелетной/сердечной мышц плотвы и леща были гетерогенны с совпадением электрофоретической подвижности зон. Зона Est-2 основная с отсутствием тканеспецифичности у обоих видов является продуктом самостоятельного локуса и представлена тремя аллельными вариантами у плотвы (выявлено шесть генотипов) и одним компонентом с высокой активностью у леща. Полиморфизм данной зоны у леща проявляется разделением ее на два компонента с низкой частотой встречаемости генотипа (0.06), что может быть следствием мутации, не имеющей адаптивного значения. Зона Est-1 леща тканеспецифична, в печени присутствует один компонент с высокой активностью, в сердце — три с преимуществом гомозигот, в сыворотке — два фрагмента со слабой активностью и не у всех особей. У плотвы зона Est-1 печени представлена двумя фракциями с высокой активностью, в сердце выявлено три компонента, а зона Est-3 имеет четыре аллельных варианта (девять генотипов). Таким образом, при увеличении размера генома леща по сравнению с плотвой показано снижение аллельного разнообразия локусов эстераз и большее сходство особей между собой, что может указывать на низкую вариабельность структурных генов, кодирующих данный белок, и различие регуляторных систем родительских геномов.
рыбы, Leuciscidae, Cyprinidae, плотва, лещ, неспецифические эстеразы, RAPD, полиморфизм, размер генома
1. Алтухов Ю.П. Генетические процессы в популяциях. М.: Академкнига, 2003. 431 с.
2. Алферова Н.М., Нефедов Г.Н. Электрофоретическое исследование мышечных эстераз некоторых видов рыб Восточной Атлантики // Биохимическая генетика рыб: сб. тез. докл. 1-го Всес. Совещания. 1973. С. 195–200.
3. Андреева А.А. Структурно-функциональная организация белков крови и некоторых внеклеточных жидкостей рыб. Дис. … док. биол. наук. Борок, 2008. 271 с.
4. Бердников В.А. Эволюция и прогресс. Новосибирск: Наука, 1991. 192 с.
5. Гинатулин А.А. Структура, организация и эволюция генома позвоночных. М.: Наука, 1984. 293 c.
6. Животовский Л.А. Популяционная биометрия. М.: Наука, 1991. 268 с.
7. Картавцев Ю.Ф. Молекулярная эволюция и популяционная генетика. Владивосток: Изд-во Дальневост. ун-та. 2005. 304 с.
8. Кирпичников В.С. Генетика и селекция рыб. Л.: Наука, 1987. С. 233–236.
9. Корочкин Л.Н., Серов О.Л., Пудовкин А.И. и др. Генетика изоферментов. М.: Наука, 1977. 275 с.
10. Корочкин Л.Н. Некоторые молекулярные аспекты регуляции экспрессии генов у рыб и других эукариот // Биологические основы рыбоводства: проблемы генетики и селекции. Л.: Наука, 1983. С. 34–51.
11. Кузьмин Е.В. Изозимные спектры эстераз сыворотки крови леща (Abramis brama L.) реки Волги // Вопросы ихтиологии. 1984. Т. 24. Вып. 3. С. 508–511.
12. Крыжановский С.Г. Эколого-морфологические закономерности развития карповых, вьюновых и сомовых рыб (Cyprinidei и Siluruidei) // Труды института морфологии животных. 1949. Вып. 1. 362 с.
13. Лапушкина Е.Е. Эколого-генетический анализ раннего развития отдаленных гибридов F1 леща (Abramis brama L.), плотвы (Rutilus rutilus L.) и синца (Abramis ballerus L.). Дис. … канд. биол. наук. Борок: ИБВВ РАН, 2002. 144 с.
14. Лейпольдт М., Шмидтке И. Экспрессия генов у филогенетически полиплоидных организмов // Эволюция генома. М.: Мир, 1986. С. 217–232.
15. Луданный Р.И. Генетическая идентификация и дифференциация представителей семейства Карповых (Cyprinidae). Дис. … канд. биол. наук. М.: Ин-т. биол. гена РАН, 2008. 140 с.
16. Мустафин Р.Н., Хуснутдинова Э.К. Некодирующие части генома как основа эпигенетической наследственности // Вавиловский журнал генетики и селекции. 2017. Т. 21. № 6. С. 742–749. DOI:https://doi.org/10.18699/VJ17.30-о.
17. Патрушев Л.И., Минкевич И.Г. Проблема размера геномов эукариот // Успехи биологической химии. 2007, Т. 47. С. 293–370.
18. Райдер К., Тейлор К. Изоферменты. М.: Мир, 1983. 103 с.
19. Рудакова А.С., Рудаков С.В., Давыдова Н.В. и др. Изоферментный анализ эстераз в зрелых семенах гексаплоидной мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.) // Сельскохозяйственная биология. 2016. Т. 51. № 3. С. 327–334. DOI:https://doi.org/10.15389/agrobiology.2016.3.327rus.
20. Серов О.Л. Генетика изоферментов животных и человека // Генетика изоферментов. М.: Наука, 1977. С. 80–149.
21. Слынько Ю.В. Полиморфизм мышечных изоферментов карповых рыб СССР. I. Лактатдегидрогеназа // Информационный бюллетень “Биология внутренних вод”. С.-Пб.: Наука, 1991. № 90. С. 75–84.
22. Слынько Ю.В. Полиморфизм мышечных изоферментов карповых рыб. III. Малик–энзим // Информационный бюллетень “Биология внутренних вод”. С.-Пб.: Наука, 1992. № 95. С. 64–72.
23. Столбунова В.В., Хлыстов Д.Н. Неспецифические эстеразы органов и тканей плотвы Рыбинского водохранилища // Экологические проблемы бассейнов крупных рек-3: сб. тез. докл. международной и молодежной конференции. Тольятти, 2003. С. 275.
24. Столбунова В.В. Межгеномный конфликт при отдаленной гибридизации плотвы (Rutilus rutilus L.) и леща (Abramis brama L.) // Успехи соврем. биологии. 2017. Т. 137. № 4. С. 361–372. DOI:https://doi.org/10.7868/S0042132417040044.
25. Столбунова В.В., Кодухова Ю.В. Наследование ITS1 рДНК у реципрокных гибридов плотвы Rutilus rutilus (L.) и леща Abramis brama (L.) в раннем онтогенезе // Успехи соврем. биологии. 2021. Т. 141. № 1. С. 66–77. DOI:https://doi.org/10.31857/S0042132421010233.
26. Таммерт М.Ф. Генетическая характеристика леща (Abramis brama L.) в некоторых точках ареала // Вид и его продуктивность в ареале. Вильнюс-Паланга. 1980. С. 57–58.
27. Хлыстов Д.Н. Неспецифические эстеразы леща Верхней Волги // Экологические проблемы бассейнов крупных рек-2. Тольятти. 1998. С. 265–266.
28. Хрисанфова Г.Г., Луданный Р.И., Слынько Ю.В. и др. RAPD фингерпринт леща (Abramis brama), плотвы (Rutilus rutilus) и гибридов первого поколения лещ × плотва и плотва × лещ // Генетика. 2004. Т. 40, № 10. С. 1432–1436.
29. Flavell R.B. Sequence amplification, deletion and rearrangement: major sources of variation during species divergence // Genome Evolution. L.: Academic Press, 1982. P. 301–324.
30. Gangloff S., Zou H., Rothstein R. Gene conversion plays the major role in controlling the stability of large tandem repeats in yeast // EMBO J. 1996. Vol. 15. P. 1715–1725.
31. Koehn R.K., Eanes W.F. Subunit size and genetic variation of enzymes in natural populations of Drosophila // Theor. Pop. Biol. 1977. Vol. 11. P. 330–341. DOI:https://doi.org/10.1016/0040-5809(77)90016-8.
32. Koonin E.V., Wolf Y.I. Evolutionary Systems Biology: Links Between Gene Evolution and Function // Curr. Opin. Biotechnol. 2006. Vol. 17. P. 481–487. DOI:https://doi.org/10.1016/j.copbio.2006.08.003.
33. Lane N., Martin W. The energetics of genome complexity // Nature. 2010. Vol. 467. P. 929–934. DOI:https://doi.org/10.1038/nature09486.
34. Lane N. Mitonuclear match: optimizing fitness and fertility over generations drives ageing within generations // Bioessays. 2011. Vol. 33. P. 860–869. DOI:https://doi.org/10.1002/bies.201100051.
35. Nei M. Molecular evolutionary genetics. N.Y.: Columbia Univ. Press, 1987. 512 p.
36. Nyman O.L. Species specific protein in freshwater fishes and their suitability for a “Protein taxonomy” // Hereditas. 1965. Vol. 53. Р. 117–126.
37. Pankova V.V., Pudovkin A.I., Manchenko G.P. Allozymic variation determined by alternatively spliced exon of the GPI gene in Polydora brevipalpa (Polychaeta: Spionidae) // GFI Bull. 2004. Vol. 37. P. 30.
38. Pierron D., Wildman D.E., Hüttemann M. et al. Cytochrome c oxidase: Evolution of control via nuclear subunit addition // Biochim Biophys Acta. 2012. Vol. 1817. № 4. Р. 590–597. DOI:https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2011.07.007.
39. Pierce B.A., Mitton J.B. The relationship between genome size and genetic variation // Am. Nat. 1980. Vol. 116. P. 850–861.
40. Prokopowich C.D., Gregory T.R., Crease T.J. The correlation between rDNA copy number and genome size in eukaryotes // Genome. 2003. Vol. 46. P. 48–50.
41. Shaklee J.B., Allendorf F., Morisot D.C., Whitt G.S. Genetic nomenclature for protein-coding loci in fish: proposed guideline // Trans. Am. Fish. Soc. 1989. Vol. 118. P. 218–227.
42. Stolbunova V.V., Kodukhova Yu.V. Nuclear-Cytoplasmic Conflict in Hybrids of Roach Rutilus rutilus and Bream Abramis brama as a Consequence of the Species Divergence in Body and Genome Sizes // Inland Water Biol. 2023. Vol. 16. № 1. Р. 79–91. DOI:https://doi.org/10.1134/S1995082923010157.
43. Stolbunova V.V., Pavlova V.V., Kodukhova Yu.V. Asymmetric hybridization of roach Rutilus rutilus L. and common bream Abramis brama L. in controlled backcrosses: genetic and morphological patterns // Biosyst. Divers. 2020. Vol. 28. № 4. P. 35–42. DOI:https://doi.org/10.15421/012048.
44. Stuhlfelder Ch., Mueller M.J., Warzecha H. Cloning and expression of a tomato cDNA encoding a methyl jasmonate cleaving esterase // European Journal of Biochemistry. 2004. Vol. 271. № 14. P. 2976–2983. DOI:https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.2004.04227.x.
45. Van der Peer Y., De Wachter R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for Microsoft Windows environment // Comput. Appl. Biosci. 1994. Vol. 10. P. 569–570.
46. Venkatesh B. Evolution and Diversity of Fish Genomes // Curr. Opin. Genet. Dev. 2003. Vol. 13. P. 588–592. DOI:https://doi.org/10.1016/j.gde.2003.09.001.
47. Vinogradov A. E., Anatskaya O.V. Genome size and metabolic intensity in tetrapods: a tale of two lines // Proc. Biol. Sci. 2006. Vol. 273. P. 27–32. DOI:https://doi.org/10.1098/rspb.2005.3266.
48. Volkov R.A., Borisjuk N.V., Panchuk I.I. et al. Elimination and rearrangement of parental rDNA in the allotetraploid Nicotiana tabacum // Mol. Biol. Evol. 1999. Vol. 16. P. 311–320.
49. Wang S., Ye X., Wang Y. et al. A new type of homodiploid fish derived from the interspecific hybridization of female common carp × male blunt snout bream // Sci. Rep. 2017. Vol. 7. P. 4189. DOI:https://doi.org/10.1038/s41598-017-04582-z.
50. Wilson A.C., Maxson L.R., Sarich V.M. Two types of molecular evolution. Evidence from studies of interspecific hybridization // PNAS USA. 1974. Vol. 71. № 7. P. 2843–2847.
51. Wolter Ch. Comparision of intraspecific genetic variability in four common cyprinids, Abramis brama, Abramis bjoerkna, Rutilus rutilus and Scardinius erythrophthalmus, within and between lowland river systems // Hydrobiologia. 1999. Vol. 364. P. 163–177.
